TÉCNICAS MACROSCÓPICAS COPROPARASITOSCÓPICAS: TAMIZADO"

TÉCNICAS MACROSCÓPICAS COPROPARASITOSCÓPICAS: TAMIZADO"

OBJETIVO

 Aprender a realizar la técnica macroscópica de tamizado, para identificar helmintos que pudiesen estar presentes en las muestras de heces.

FUNDAMENTO

El tamizado es un método físico para separar mezclas. Consiste en hacer pasar una mezcla de partículas de diferentes tamaños por un tamiz ocolador. Las partículas de menor tamaño pasan por los poros del tamiz atravesándolo y las grandes quedan retenidas por el mismo.

Es un método muy sencillo utilizado generalmente en mezclas de sólidos heterogéneos. Los orificios del tamiz suelen ser de diferentes tamaños y se utilizan de acuerdo al tamaño de las partículas de una solución homogénea, que por lo general tiene un color amarillo el cual lo diferencia de lo que contenga la mezcla.

Para aplicar el método de la tamización es necesario que las fases se presenten al estado sólido. Se utilizan tamices de metal o plástico, que retienen las partículas de mayor tamaño y dejan pasar las de menor diámetro.

En parasitología la técnica de tamizado es usada para detectar a los parásitos que pudiesen quedar atrapados (trematodos, cestodos, nematodos). Esta, permite observar  directamente las características morfológicas de los parásitos adultos, enteros o fraccionados.

MATERIAL: v  Coladera de tamiz fino v  Abatelenguas v  Caja Petri v  Pinzas v  Portaobjetos v  Cubreobjetos v  Microscopio

SUSTANCIAS: Ø  Agua Ø  Solución salina al 0.9% Ø  Muestra biológica: heces fecales frescas

PROCEDIMIENTO

1.    Colocar pequeñas porciones de materia fecal en el tamiz con ayuda del abatelenguas

2.    Dispersar la muestra con el abatelenguas y agregarle agua hasta lograr un tamizado lo más limpio posible

   

3.    Revisar cuidadosamente las partículas de las heces que hayan quedado en la coladera.

4.    Los parásitos encontrados se colocan en una caja Petri con solución salina. Para fines didácticos, se vació todo el tamizado en la caja Petri para facilitar su observación.

                   

5.    Se identifica al parásito, parte o estructura sospechosa de ser parásito.

6.    Se reporta el género y la especie del parasito. Si no se puede identificar macroscópicamente, se usa el microscopio para una mejor identificación.

OBSERVACIONES

            

Al revisar el tamizado en la coladera y posteriormente en la caja Petri, se encontraron restos de alimentos, semillas de ajonjolí, cáscaras de chile y jitomate, fibras vegetales, semillas pequeñas y estructuras transparentes que parecían proglótidos.

Además abundaban fibras filamentosas, parecidas a gusanos, por lo que fue necesario hacer un examen microscópico.

Al observar en el microscopio estructuras sospechosas:

Frotis, 10x

Al analizar lo que parecía un proglótido, se comprobó que se trataba en verdad de una fibra vegetal, pues estaba formada de miles de células, que aparentaban diminutas bolitas en el centro de esta.

Frotis, 10x

Al observar lo que parecía un gusano, se demostró que solo era fibra vegetal no digerida, formada por fibras más pequeñas en forma de espiral

Frotis, 10x

Al tomar una estructura blanquecina, se pudo comprobar que si se trataba de un proglótido de tenia

                                                                                                                             RESULTADOS

En esta práctica, el resultado para parásitos resulto negativo, excepto por el proglótido que se pudo hallar.

Se encontraron varias fibras vegetales, restos de comida, celulosa y varias semillas, que no se alcanzaron a digerir o no lo hicieron.

CONCLUSIÓN

La técnica macroscópica de tamizado, es muy útil para evidenciar a los parásitos intestinales “mayores”: los helmintos, comúnmente conocidos como gusanos, y se pueden dividir en dos grandes grupos:

Platelmintos: que son los gusanos planos, como la Fasciola  hepática y  los esquistosoma o las tenias. Sus principales características son que no tienen sexos separados, sino más bien son hermafroditas y su tubo digestivo no termina en ano.

Nematodos: gusanos cilíndricos, de sexos separados y tubo digestivo completo terminado en ano, y son muy frecuentes especies como Enterobius vermicularis, Trichuris trichiura, Ascaris lumbricoides y las Uncinarias.

En esta prueba del tamizado, los platelmintos, generalmente tenias, suelen evidenciarse como secciones de proglótidos o proglótidos solos, pues el parasito es demasiado grande para salir con las heces fecales, y además está fijado por el escólex a la pared intestinal.

Los nematodos en cambio, frecuentemente salen completos, y son fácilmente reconocibles por sus características. Dependiendo de su tamaño es como se pueden determinar:

Trichuris trichiura: tiene la porción anterior delgada y su tamaño oscila de 30-45 mm

Strongyloides stercoralis: mide 2.2 x 0.04 mm, es filariforme, casi transparente.

Uncinarias: son fusiformes, de color blanco grisáceo y miden de 9-13 mm

Enterobius vermicularis: mide de 8-13 mm, cola larga y puntiaguda en forma de gancho.  

Metodo de Willis

MÉTODO DE CONCENTRACIÓN POR FLOTACIÓN DE WILLIS

INTRODUCCIÓN

Este método está recomendado especialmente para la investigación de protozoarios y helmintos. Consiste en preparar la materia fecal con solución saturada de cloruro de sodio.

Los huevos y los quistes de peso específico menor que la solución saturada de cloruro de sodio tienden a subir y adherirse a un cubreobjetos colocado en contacto con la superficie del líquido.

MATERIAL:

Ä      Vaso de precipitados

Ä      Embudo

Ä      Gasa

Ä      Tubo de ensaye

Ä      Portaobjetos

Ä      Cubreobjetos

Ä      abate lenguas

REACTIVOS:

o   Solución saturada de cloruro de sodio (NaCl)

o   Solución de yodo-lugol

MÉTODO:

1.- Tomar aproximadamente 1gr. De heces con un abate lenguas.

2.- Colocar la muestra en un vaso de precipitados y mezclar con 10ml de solución saturada de cloruro de sodio.

3.- En un tubo de ensaye filtre la mezcla con una gasa, llenando completamente el tubo.

4.- Coloque un cubreobjetos sobre el tubo, de tal manera que el líquido haga contacto con el cubreobjetos.

5.- Esperar de 5 a 10 minutos.

6.-   Los quistes o huevos flotaran y quedaran adheridos a la cara del cubreobjetos que esta en contacto con la mezcla de heces y cloruro de sodio saturado.

7.- Colocar una gota de yodo-lugol sobre un portaobjeto, retirar el cubreobjetos con cuidado para evitar perdida del material y ponerlo sobre el portaobjeto.

                                                                    Observaciones:

Frotis, 10x

Se encuentran regadas por todo el campo un gran número de bacterias. Destacan a las 6 pequeñas trazas de grasas

Frotis, 40x

Sobresale a la 1 un punto color café, pero que contenía 2 núcleos: sin duda alguna es un quiste de Entamoeba histolytica

  CONCLUSIÓN

  Esta técnica es una más de los métodos de concentración por medio de flotación, y es capaz de concentrar prácticamente todos los huevos de nematodos.

METODO DE CONCENTRACION - FLOTACIÓN DE FAUST.

ESTE METODO SE UTILIZZA SOLUCION SALINA Zn, CUYA DENSIDAD ESPECIFICA ES DE 1.180 (33%), QUE CONFORMA UN MEDIO DE DENSIDAD MAS ALTA LA DE LOS HUEVOS: NECATOR 1.055, TRICOCEFALO 1.150, ASCARIS FERTIL 1.110 Y FACILIT QUE LOS HUEVOS LIVIANOS DE ESTOS HELMINITOS, CON MENOR PESO ESPECIFICO QUE LA SOLUCION, SE CONCENTRAN Y FLOTEN. LA CONCENTRCION ADECUADA ACONSEJADA ES LA QUE USA COMO REACTIVO UNA SOLUCION ACUOSA DE SULFATO Zn AL 33% CON UNA DENSIDAD AL 1.180. EL AGUA UTILIZADA DILUYE Y LAVA LA MATERIA FECAL. EL FILTRADO CON GASA DOBLADA Y EVITA QUE LOS DETRTOS GRUESOS TRASPARENTES LAS PAREDES, LA CENTRIFUGACION ENRIQUECEN EN DELGADA PELICULA LA SUPERFICIE DEL LIQUIDO CENTRIFUGADO CON LOS HUEVOS LIVIANOS DE ALGUNOS HELMINTOS.

TECNICA:
1.- MEZCLAR BIEN LA PORCION DE MATERIA FECAL PARA PREPARAR UNA SUPERFICIE EN 10 PARTES DE AGUA DESTILADA.


2.- LIMPIAR LA SUSPENCION ATRAVES  DE UNA GASA DOBLADA EN 4 SOBRE UN TUBO DE CENTRIFUGA, AYUDÁNDOSE EN UN EMBUDO PEQUEÑO.


3.- CENTRIFUGAR EL FILTRADO A 2500 RPM POR UN MINUTO.
 

4.-DECANTAR EL LIQUIDO SOBRANTE Y COMPLETAR CON AGUA HASTA IGUALAR LA MEDIDA ANTERIOR, CENTRIFUGAT NUEVAMENTE. RE SUSPENDER EL SEDIMENTO.


5.-REPETIR EL MISMO PROCEDIMIENTO HASTA 2 VECES HASTA QUE EL LIQUIDO SOBRANTE ESTE LISTO.


6.-DECANTAR NUEVAMENTE EL LIQUIDO SOBRENADANTE POR IGUAL CANTIDAD DE SOLUCION DE SULFATO DE Zn AL 33%. MEZCLA BIEN LA SOLUCION BIEN CON EL SEDIMENTO.CENTRIFUGAR DURANTE 1 MIN POR 1500 RMP.


7.-TOMAR DE 3-4 GOTAS DE LAS PARTICULAS QUE FLOTAN EN LA SUPERFICIE DEL LIQUIDO. COLOCARLOS EN UN PORTA-OBJETOS Y MEZCLAR CON 1-2 GOTAS DE LUGOL, COLOCAR CUBRE-OBJETOS.



8.- EXAMINAR AL MICROSCOPIO Y REPORTAR EL RESULTADO.


OBSERVACIONES.
















CONCLUCIONES
LA FINALIDAD DE LA PRACTICA ES LA BUSQUEDA DE PARASITOS HASTA EL MOMENTO NO HEMOS ENCONTRADO. CON LA PRACTICA CONTINUA LLEGAREMOS A ENCONTRARLOS.

ESTE METODO SE UTILIZZA SOLUCION SALINA Zn, CUYA DENSIDAD ESPECIFICA ES DE 1.180 (33%), QUE CONFORMA UN MEDIO DE DENSIDAD MAS ALTA LA DE LOS HUEVOS: NECATOR 1.055, TRICOCEFALO 1.150, ASCARIS FERTIL 1.110 Y FACILIT QUE LOS HUEVOS LIVIANOS DE ESTOS HELMINITOS, CON MENOR PESO ESPECIFICO QUE LA SOLUCION, SE CONCENTRAN Y FLOTEN. LA CONCENTRCION ADECUADA ACONSEJADA ES LA QUE USA COMO REACTIVO UNA SOLUCION ACUOSA DE SULFATO Zn AL 33% CON UNA DENSIDAD AL 1.180. EL AGUA UTILIZADA DILUYE Y LAVA LA MATERIA FECAL. EL FILTRADO CON GASA DOBLADA Y EVITA QUE LOS DETRTOS GRUESOS TRASPARENTES LAS PAREDES, LA CENTRIFUGACION ENRIQUECEN EN DELGADA PELICULA LA SUPERFICIE DEL LIQUIDO CENTRIFUGADO CON LOS HUEVOS LIVIANOS DE ALGUNOS HELMINTOS.

TECNICA:
1.- MEZCLAR BIEN UNA POCION DE MATERIA FECAL PARA PREPARAR UNA SUPERFICIE EN 10 PARTES DE AGUA DESTILADA.

PRACTICAS #1 COPROPARASITOSCOPIO EN FRESCO

OBJETIVO

Conocer la importancia del diagnostico del laboratorio de las enfermedades parasitarias de igual manera identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica.

Material: - 2 Muestras fecales diferentes. -4 Aplicadores de madera. -4 Porta y 4 cubreobjetos. -Solución salina isotónica. -Lugol parasicológico.



Técnica: 1. En un portaobjetos colocar una gota de solución salina isotónica.
2. Con la punta del aplicador tomar una pequeña muestra de heces de aproximadamente 1 a 4 mg en muestras con moco y sangre, elegir estas partes para estudiar. 
3. Mezclar, procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no frotis.
4. Quitar de la suspensión fibras y fragmentos grandes.
5. Colocar el cubreobjetos lentamente procurando no dejar burbujas.
6. Examinar al microscopio en forma sistemática, a seco débil y a seco fuerte.
7. Repetir la operación con una gota de lugol en lugar de la solución salina.
8. Hacer este mismo proceso con ambas muestras de heces.

NOTA

Es importante que los frotis no sean densos, si no transparentes. Y que se haga la observación con diferentes muestras.

Tras la observación de los trofozoitos se utiliza la tinción de yodo que tiñe quistes y destaca sus de talles. Los trofozoitos mueren y se hacen identificables.

OBSERVACIONES

Con la solución salina no era muy claro nuestro campo y no lográbamos tener un diagnostico exacto.

PREPARACIÓN DE UN MEDIO DE CULTIVO.

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO INDUSTRIAL Y DE 

SERVICIOS No. 199

"EMILIANO ZAPATA SALAZAR"

PREPARA SOLUCIONES PARA LAS OPERACIONES BÁSICAS DE

 LABORATORIO

PROFESOR: DR. VICENTE MARTINEZ FRAGOSO.

ALUMNA: MARCO ANTONIO PARDO.

ESPECIALIDAD: LABORATORISTA CLÍNICO.

GRADO: 2 SEMESTRE                                                                            GRUPO: DM

PREPARACIÓN DE UN MEDIO DE CULTIVO.

Esta practica se llevo a cabo el día 26 de Abril del 2013 en el laboratorio de

 usos múltiples del CBTis 199.

OBJETIVO: Que el alumno logre comprender y memorizar el proceso de elaboración de un medio de cultivo Mc Conkey y EMB. 

CONSIDERACIONES TEÓRICAS:

AGAR EOSINA Y AZUL DE METILENO: El agar Eosina y Azul de Metileno es un medio utilizado para el aislamiento y diferenciación de bacilos entericos Gram negativos. Este medio también es conocido como agar EMB por sus siglas en ingles.

El uso de la eosina y del azul de metileno permite la diferenciación de las colonias fermentadoras de lactosa de las no fermentadoras. La sacarosa esta incluida en el medio de cultivo para detectar a los miembros del grupo coliforme que fermentan mas rápidamente la sacarosa que la lactosa.

AGAR Mc Conkey: Este medio se utiliza para el aislamiento de bacilos Gram negativos de fácil desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos, permite diferenciar bacterias que utilizan o no, lactosa en muestras clínicas  de agua y alimentos. Todas las especies de la familia Enterobacteriacea desarrollan en el mismo.

Por fermentación de la lactosa, disminuye el pH alrededor de la colonia. Esto produce un viraje del color del indicador de pH (rojo neutro), la absorción en las colonias, y la precipitación de las sales biliares. Los microorganismos no fermentadores de lactosa producen colonias incoloras. 

MATERIALES:

-Mechero de Bunsen y Fisher

-Tripie

-Tela de asbesto

-Algodón

-Gasa

-Papel estraza

-Cinta testigo

-Cajas Petri

-Olla exprés

-Asa de siembra

-2 Matraz Erlenmeyer de 250 ml

-Agitador de vidrio 

-Vidrio de reloj
SUSTANCIAS:
-Muestra biológica: heces fecales y orina
-Agar EMB
-Agar Mc Conkey
-Fenol
-Agua destilada



PROCEDIMIENTO1.Lavar perfectamente dos matraces con escobillón y detergente. Enjuagar con abundante agua corriente
2. Dejar escurrir y secar sobre una toalla o papel de envoltura.
3.Pesar con ayuda de una balanza la cantidad necesaria de medio de cultivo de agar EMB y Mc Conkey. para 30 ml de agua.

4.Elaborar con algodón y gasa unos tapones para los matraces, que ajuste con holgura, sobre los que finalmente se colocara un capuchón de papel estraza.
5. Vaciar 30 ml de agua destilada en el matraz ya seco.

6. Limpiar el área de trabajo y rociarla con fenol para desinfectarla. Encender el mechero de Bunsen, y colocar sobre este el tripie y encima la tela de asbesto.
7. Verter el polvo del medio Mc. Conkey al matraz, colocar este último sobre la tela de asbesto y disolver calentado. Dejarlo hervir NO MAS DE UN MINUTO.

8.Cuando se alcance el punto de ebullición, bajar el matraz del fuego, flamear el tapón y la boca del matraz, para taparlo y colocarle su capuchón de papel.  Repetir los pasos 5-8 para el medio Mc. Conkey.

9.Esterilizar con autoclave los medios, de la siguiente manera:
a)    En la olla exprés verter agua hasta el nivel indicado (1/3 parte)
b)    Colocar la base dentro de esta y ponerla al fuego (con los mecheros Fisher)

c)    Acomodar los medios y materiales en la base de la olla.
d)    Cerrar la olla y esperar a que la temperatura se eleve
e)    Dejar que se caliente hasta los 121°C o 15 lbs de presión revisando continuamente la escala del manómetro. Una vez alcanzada esta temperatura deberá bajarse el nivel del fuego sacando y metiendo uno de los mecheros.
f)     Mantener así por 15 minutos.

g)    Apagar el fuego y dejar a que la presión descienda a 0.
h)   Abrir cuidadosamente la olla y sacar los medios ya esterilizados.
10. Acercar el medio al área de trabajo, que se mantiene aséptica.
11. Dejar enfriar al medio, hasta una temperatura en la que el matraz caliente pero no queme la piel, y verter suavemente en la caja o cajas Petri el medio de cultivo.
12. Una vez que se tienen solidificados los medios de cultivo, se procede a sembrar en ellos. Se toma el asa, se flamea y se toma un poco de la muestra de heces, para hacer el rayado de la placa en sectores, sembrando en ambos medios. Se flamea nuevamente el asa y se procede a la misma operación pero con la orina.
13. Se dejan incubar en la estufa de bacteriologica por un lapso de 24-48 horas.